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ISSN : 1225-8504(Print)
ISSN : 2287-8165(Online)
Journal of the Korean Society of International Agriculture Vol.27 No.5 pp.667-674
DOI : https://doi.org/10.12719/KSIA.2015.27.5.667

Intracellular Content and Gene Expression Profile of Dehydrin Inducing Cold Hardiness in Prunus persica

Keumsun Kim, Hyunsuk Shin, Youngjae Oh, Sung-Il Oh*, Min-Ah Kim**, Seok-Ho Lee***, Im Soo Kim****, Daeil Kim†
Department of Horticulture, Chungbuk National University, Cheongju 28644, Korea
*Department of Forest Genetic Resources, Korea Forest Research Institute, Suwon 16631, Korea
**Department of Agricultural Technology, Sunchang Agricultural Development/Technology Center, Sunchang 56020, Korea
***Grape Research Institute, Chungbuk Agricultural Research & Extension Services, Okcheon 29017, Korea
****Gyengsangbuk-do Agricultural Research & Extension Services, Daegu 41404, Korea

‡ These authors contributed equally to this works.

Corresponding author +82-43-261-2527dkpomo@cbnu.ac.kr
April 13, 2015 November 4, 2015 November 19, 2015

Abstract

Differences in cold hardiness were performed by relative electrolyte leakage (REL) analysis in the shoot of the four peach cultivars (P. persica cvs. Odoroki, Kanoiwa Hakuto, Jinmi and Janghowon Hwangdo), including Korean bred cultivars during cold acclimation and deacclimation. In addition, changes of dehydrin proteins of each cultivar were analyzed using a SDS-PAGE protein profiles and expressions of gene related dehydrin were determined using a quantitative real-time RT-PCR. Cold hardiness in four cultivars increased steadily in December 2012, and then decreased to April 2013. Our result indicated that a 60 kDa of dehydrin protein encoded by PpDhn1 gene during cold acclimation (from November 2012 to January 2013) accumulated to higher degrees compared with deacclimation (from March 2013 to April 2013) in all cultivars. Expression pattern of PpDhn1 and PpDhn3 of four cultivars paralleled fluctuations in cold hardiness, whereas expression of PpDhn2 did not indicate any specific pattern.

acclimation , cold hardiness , deacclimation , dehydrin , freezing injury , peach

복숭아 내한성에 따른 Dehydrin 함량 및 유전자 발현

김 금선, 신 현석, 오 영재, 오 성일*, 김 민아**, 이 석호***, 김 임수****, 김 대일†
충북대학교 원예학과
*국립산림과학원 특용자원연구과
**순창군농업기술센터 농업기술과
***충청북도농업기술원 포도연구소
****경상북도농업기술원 원예경영연구과

초록

    Chungbuk National University

    온대 과수 재배에 있어 동해는 수체를 약화시키고, 과실의 수확량 및 품질을 감소시키는 중요한 환경스트레스 중 하나로, 특히 사과, 배에 비해 동해 온도가 높은 복숭아에서 피해가 상 대적으로 심하다(Schaffer & Andersen, 1994). 최근 복숭아의 동해양상은 휴면기의 겨울철 저온보다는 늦가을과 이른 봄의 저온에 의해 피해를 입어 큰 경제적 손실을 발생하게 하는 경 우가 자주 일어나고 있다(Rodrigo, 2000). 특히 기후변화로 기 온이 상승하면서 생물계절이 일찍 진행됨에 따라 내한성이 빠 르게 소실되어 이른 봄의 이상저온이나 서리에 의한 동해 위 험이 증가하고 있다(Kalberer et al., 2006; Kolářová et al., 2014).

    저온순화는 저온에 의해 유도되는 현상을 말하며, 내한성이 약한 상태에서 강한 상태로 바뀌어 겨울 동안의 저온을 견딜 수 있다(Thomashow, 1999). 또한 봄이 되어 온도가 상승하면 서 내한성이 점점 소실되고 생장을 가능하게 하는 현상을 탈 순화라고 하며(Vitasse et al., 2014), 탈순화는 저온순화에 비해 그 속도가 빠르다(Kalberer et al., 2006). 동일한 식물체에서도 탈순화 시기는 같아도 탈순화되는 속도는 달라 내한성 소실에 도 차이가 있다고 보고되었다(Pagter et al., 2011).

    저온순화 동안 식물체의 주요한 생리적 반응은 동결에 의한 탈수로부터 세포구조를 보호하기 위해 조직내 수분함량의 감 소와 가용성 탄수화물, 단백질과 같은 화합물의 축적뿐만 아 니라 각종 호르몬 함량과 세포막의 구성, 유전자 발현을 변화 시키는 것으로 알려져 있다(Guy, 1990; Hiilovaara-Teijo & Palva, 1999).

    전해질 누출은 스트레스에 의한 세포막의 손상으로 인해 생 기며(Dexter et al., 1932; Palta & Li, 1978), 전해질 누출 분석방법은 내한성을 객관적으로 평가할 수 있는 정확하고 간 편한 방법 중 하나로(Burr et al., 1990; Lee et al., 2012), 많은 목본식물에서 저온에 의한 조직의 피해 정도를 측정하는 데 사용되고 있다(Arora et al., 1992; Burr et al., 1990; Green & Warrington, 1978; Wilner, 1960).

    내한성과 관련된 단백질 중 dehydrin은 late embryogenesis abundant protein의 D-11 family로 세포에서 emulsifier이나 chaperone과 같은 기능을 수행한다(Allagulova et al., 2003; Close, 1997; Drira et al., 2015). 따라서 건조, 염분, 탈수, 저온 등에 반응하여 식물체를 보호하고(Allagulova et al., 2003; Wisniewski et al., 1996), 저온순화 기간 동안 내한성 증가에 중요한 역할을 하며(Larcher, 2005), 내한성 증가와 함 께 평행하게 축적되고 생장이 재개될 때 감소한다(Siminovitch & Briggs, 1949). Arora & Wisniewski (1994)는 복숭아에서 60kDa의 dehydrin은 PpDhn1에 의해 인코딩되며, 이는 저온과 abscisic acid(ABA)에 의해 유도된다고 밝혔다. 또한 PpDhn2 는 탈수에 의해 유도되며, PpDhn3는 저온에 의해 유도된다고 알려져 있다(Bassett et al., 2006, 2009). 많은 연구에서 dehydrin과 내한성과의 관계 또는 여러 스트레스에 대한 dehydrin 함량과 유전자 발현 변화에 대해 보고된 바 있다. 최 근에는 dehydrin DHN-5로 형질전환된 애기장대에서 abiotic과 biotic스트레스에 대해 반응하는 dehydrin DHN-5의 다면적 발 현 효과에 대한 연구가 진행되었으며(Brini et al., 2011), 바나 나에서 multiple stress-inducible SK3-type dehydrin유전자인 MusaDHN-1로 형질전환된 식물체와 tas14 dehydrin 유전자가 과발현되도록 한 형질전환토마토는 건조, 염분과 같은 osmotic 스트레스에 대해 내성이 증가한다고 보고되었다(Muñoz-Mayor et al., 2012; Shekhawat et al., 2011).

    최근 국내에서 재배되는 복숭아에서도 탈순화 시기의 저온 피해가 빈발하고 있으나 주요 재배 복숭아 품종이나 국내육성 복숭아 품종의 내한성과 관련된 연구가 많지 않아 대략적인 내한성을 경험상 추정할 뿐이지 내한성에 관련된 물질이나 유 전자의 특성은 보고된 것이 없다. 따라서 본 연구에서는 국내 의 주요 재배 또는 육성 복숭아 품종을 대상으로 품종별, 시 기별 내한성 변화와 dehydrin 단백질 함량 및 단백질 대사와 관련된 PpDhn1, PpDhn2, PpDhn3유전자 발현양상의 관련성 을 확인하였다.

    재료 및 방법

    실험 재료

    본 연구는 상대적으로 내한성이 약하다고 알려진 품종 ‘오 도로끼(Odoroki)’, ‘가납암백도(Kanoiwa Hakuto)’와 상대적으 로 내한성이 강하다고 알려진 품종 ‘진미(Jinmi)’, ‘장호원 황 도(Janghowon Hwangdo)’를 대상으로 수행하였다. 본 연구에 사용된 재료는 경상북도농업기술원 청도복숭아시험장(위도 35°38’50.3”N, 경도 128°39’03.3”E)에서 2012년 11월 30일부 터 2013년 4월 24일까지 매월 말 신초 선단부 5 cm를 7년생 이상의 성목에서 채취하여 조사하였다.

    내한성 측정

    전해질 누출률을 이용한 내한성 측정을 위해 Arora et al. (1992)과 Pagter et al. (2008)의 방법을 변형하여 수행하였다. 크기가 비슷한 신초 선단부 5 cm를 채취하여 흐르는 차가운 물에 15초동안 세척한 후 빙핵을 형성시키기 위해 1mL의 멸 균수가 담긴 15 mL 튜브에 세 가지씩 담았다. 가지가 담긴 튜브는 온도 조절 장치가 있는 refrigerated circulating bath(RW-2040G, Jeio Tech, Daejeon, Korea)에 옮겨 처리별 온도(0℃에서 –40℃)에 도달할 때까지 시간당 5℃씩 온도를 하강한 후 해당 온도에서 두 시간 동안 처리했으며, 온도처리 가 끝난 튜브는 전해질 누출률 분석을 위해 4℃에서 서서히 해동하였다.

    전해질 누출량을 조사하기 위하여, 저온 처리한 가지를 1cm 간격으로 잘라 8mL의 멸균수가 담긴 15mL 튜브에 넣고 Green Sseriker VS-202D shaker(Vision Scientific Co. Ltd., Daejeon, Korea)를 이용하여 20℃, 125rpm에서 20시간 동안 진탕하였다. 용액의 전기전도도는 TetraCon 325 EC meter(WTW GmbH, Weilheim, Germany)를 이용하여 측정하 였으며, 측정한 후 동일한 시료를 120℃에서 30분간 autoclave하여 조직을 파괴한 다음 총 전해질 누출량을 측정하 였다. 전해질 누출률은 Pagter et al. (2008)의 방법을 이용하 여 계산하였다.

    % Injuty= %  EL frozen −%  EL water / %  EL autoclaved −%  EL water × 100

    여기서 % EL(frozen)과 % EL(autoclaved)은 각각 온도처리와 autoclave한 시료의 전해질 누출값이며, % EL(water)는 증류수의 전해질 누출값을 나타낸다.

    Dehydrin 분석

    단백질 추출은 Wetzel et al. (1989)의 방법을 변형하여 사 용하였다. 동결건조를 시켜 곱게 마쇄한 각 품종의 신초 선단 부 200 mg에 1 mL의 borate buffer (50 mM sodium borate, 50 mM ascorbic acid, 1% β-mercaptoethanol, 1 mM PMSF, pH9.0)을 넣고 vortexing하였다. 이후 13,000 × g, 4℃에서 30 분 동안 원심분리한 상층액을 취하여 0.22 μm nylon filter (Noble Bio 13mm Syringe Filter, Noble Biosciences, Inc., Hwaseong, Korea)로 여과하여 사용하였으며, 단백질 함량은 protein assay kit (Qubit® protein assay kit, Invitrogen, Carlsbad, CA, USA)를 이용하여 fluorometer (Qubit® Fluorometer, Invitrogen, Carlsbad, CA, USA)로 분석하였다.

    SDS-PAGE를 이용한 단백질 분석은 Arora & Wisniewski (1994)와 Wetzel et al. (1989)의 방법을 변형하여 분석하였다. 단백질 200 μg과 동일한 양의 extraction buffer를 증류수 1mL로 희석한 후, TCA[final concentration of about 10% (v/v)]를 0.1mL 첨가하여 vortexing한 후 단백질을 침전시켰다. 침전된 단백질에 acetone을 첨가하여 13,000 × g, 4℃에서 15 분 동안 원심분리를 이용해 세척해준 뒤 건조시켰다. 건조된 pellet에 20μL의 65mM Tris-HCl, 10% (v/v) glycerol, 2% (w/v) SDS, 5% β-mercaptoethanol, pH6.8을 혼합하여 100℃ 에서 3분간 중탕한 후 실온에서 cooling시켰다. SDS-PAGE는 Mini-Protein II electrophoresis unit(Bio-Rad, Hercules, CA, USA)을 사용하였으며, gel은 4% stacking gel과 12.5% running gel을 사용하여 각 lane에 시료 10 μL를 주입하여 전기 영동하였다. 전기영동이 끝난 후 gel은 methanol :water : acetic acid (4.2 : 4.2 : 1.6, v/v/v)에 0.1% Coomassie brilliant blue R을 넣어 염색하였으며, water : methanol : acetic acid (8 : 1 : 1, v/v/v)로 탈색하였다.

    RNA추출과 dehydrin유전자 분석

    RNA추출을 위해 가지는 채취하자마자 액체질소에 넣어 동 결시켰으며, 막자사발과 막자를 이용해 곱게 마쇄한 뒤 –80℃ 에서 보관한 후 실험에 사용하였다. Total RNA 추출은 Chang et al. (1993)과 Gasic et al. (2004)의 방법에 따라 수행하였다. 곱게 마쇄한 시료와 RNA extraction buffer [2% cetyltrimethylammonium bromide, 2% polyvinylpyrrolidone (K-30), 100 mM Tris-HCl (pH8.0), 25 mM EDTA (pH8.0), 2M NaCl, 0.05% spermidine, 2% β-mercaptoethanol] 900 μL를 2mL 튜브에 넣고 vortexing한 후 동량의 chloroform : isoamylalcohol (24 : 1)을 더하여 강하게 흔들어 섞어주었다. 혼합 된 시료는 13,000 × g, 실온에서 15분 동안 원심분리한 후, 상 층액을 취하여 225 μL의 8M LiCl이 든 튜브에 넣어 vortexing하였다. 시료가 담긴 튜브를 4℃에서 overnight처리한 뒤 13,000 × g, 4℃에서 30분 동안 원심분리하여 RNA pellet 만 남기고, 튜브에 든 액체를 제거했다. RNA pellet만 남은 튜브에 SSTE buffer [1M NaCl, 0.5% SDS, 10 mM Tri-HCl (pH8.0), 1mM EDTA (pH8.0)]와 chloroform : isoamylalcohol (24 : 1) 500 μL를 넣고 vortexing하였다. 이후 13,000×g, 실온에서 15분동안 원심분리하여 상층액을 새 튜브에 옮겨 담 고, ethanol 1,000μL를 넣어 –80℃에서 30분간 incubation한 뒤 13,000×g, 4℃에서 30분 동안 원심분리하였다. 원심분리된 튜브는 RNA pellet만 남기고 액체를 완전히 제거하여 건조시 킨 뒤 RNase-Free Water (qiagen, Dusseldorf, Germany) 40 μL를 넣어 녹인 후 실험에 사용하였다.

    Total RNA 2 μg의 cDNA합성은 QuantiTect® Reverse Transcription kit (Qiagen)를 이용하였고, quantitative real-time RT-PCR은 Rotor-Gene 6000 Real-Time Cycler (Corbett Research, Mortlake, Australia)로 2 ×QuantiMix SYBR Kit (PhileKorea Inc., Seoul, Korea)를 이용하여 수행하였다. PCR조건은 95℃ 에서 10분 동안 pre-denaturing시킨 다음 denaturation의 95℃ 에서 10초, annealing단계로 Tm℃에서 15초, extension과정에 서 72℃에서 30초 동안 40cycles를 반응시켰다. RNA의 상대 적인 발현은 Rotor-Gene 6000 Real-Time Rotary Analyzer 1.7 software와 delta delta Ct method (Corbett Research)를 이 용하여 분석하였다. 유전자 발현양상은 각 품종 2012년 12월 또는 2013년 1월 시료의 유전자 발현을 1로 나타내어 상대적 인 발현양상을 비교 분석하였으며, 3반복으로 수행하였다.

    Quantitative real-time RT-PCR을 이용하여 PpDhn1, Pp Dhn2, PpDhn3 (GenBank accession Nos. U34809, AY465376, ES216474)를 조사하였으며, primers는 Table 1에 나타내었다. Housekeeping gene은 RNA polymerase II (GenBank accession No. AT2G15430)를 사용하였으며, primer는 Tong et al. (2009)에 따라 제작하였다.

    통계분석

    모든 실험 결과의 유의성 검정은 SAS 9.1 software package (SAS Institute Inc., Cary, NC, USA)을 사용하여 분산분석 (ANOVA)을 실시하였으며, 데이터분석은 SigmaPlot 8.0 (Systat Software, Inc., San Jose, CA, USA)를 사용하여 수 행하였다.

    결 과

    온도와 내한성 변화

    시험장소의 일평균 대기온도는 2012년 11월부터 꾸준히 감 소하여 2013년 1월초에 –12.9℃로 가장 낮게 나타났으며, 이 후 점차 상승하였다(Fig. 1). 특히 일교차는 2013년 2월부터 3월 사이가 가장 큰 것으로 확인되었다.

    전해질 누출분석을 통한 조직의 피해 정도를 파악하기 위 해 내한성의 크기를 상대적인 전해질 누출률로 나타내었다 (Fig. 2). 실험기간 동안 4 품종의 전해질 누출률은 비슷한 양 상을 보였지만, 일교차가 크게 나타난 2013년 2월부터 3월 사 이에 누출량은 품종 간의 큰 차이를 보였다. 내한성은 4 품종 모두 2012년 12월에 가장 높았고, 탈순화 기간인 2013년 1월 말부터 2013년 4월까지 서서히 감소하는 경향을 보였다. 전해 질 누출률을 보면, 상대적으로 내한성이 약하다고 알려진 품 종 ‘오도로끼’, ‘가납암백도’에서 상대적으로 내한성이 강하다 고 알려진 품종 ‘진미’, ‘장호원황도’보다 저온으로 내려갈수 록 높은 수치를 보였다.

    Dehydrin 함량과 유전자 발현 변화

    2012년 11월부터 2013년 4월까지 4 품종의 dehydrin 단백 질 패턴 변화는 SDS-PAGE를 이용하여 분석하였다(Fig. 3). PpDhn1 유전자에 의해 인코딩되는 60kDa의 dehydrin 단백질 (Arora & Wisniewski, 1994; Artlip et al., 1997)은 네 품종 에서 전 실험기간 동안 모두 유사한 패턴 변화를 보였다. 저 온순화 기간인 2012년 11월부터 2013년 1월까지 4 품종의 60 kDa의 단백질은 탈순화 기간인 2013년 3월과 4월에 비해 높은 수준으로 축적된 것을 확인할 수 있었으나, 품종간에는 큰 차이를 보이지 않았다(자료 미제시).

    4 품종의 dehydrin 유전자 발현양상은 quantitative real-time RT-PCR을 이용하여 분석하였다(Fig. 4). PpDhn1 유전자의 발 현은 4 품종 모두 겨울 동안 가장 높게 나타났고, 봄이 될 때까지 꾸준히 감소한 반면, PpDhn2 유전자는 뚜렷한 시기별 변화를 보이지 않았다. PpDhn3 유전자는 전 품종 모두 PpDhn1 유전자와 비슷한 변화를 보였다.

    고 찰

    전해질 누출률은 모든 품종에서 시기별 내한성의 크기를 정 확하게 측정할 수 있었다. 내한성의 시기별 변화는 네 품종에 서 모두 겨울 동안 최고 수준에 도달하였고, 2013년 1월말부 터 탈순화되기 시작했다(Fig. 2). 이러한 내한성 변화는 많은 목본식물에서 보고되었다(Kuroda et al., 1990; Mattheis & Ketchie, 1990; Parker, 1962; Siminovitch & Briggs, 1949). 본 연구에서 상대적으로 내한성이 강하다고 알려진 ‘진미’와 ‘장호원황도’의 탈순화 시기의 전해질 누출률을 보면 상대적으 로 내한성이 약하다고 알려진 ‘오도로끼’와 ‘가납암백도’보다 적은 것을 확인할 수 있었다. 이러한 결과는 상대적으로 내한 성이 강한 ‘진미’와 ‘장호원황도’가 탈순화에 대한 저항성이 더 강하여 2013년 2월부터 3월까지 일교차 큰 날씨에도 탈순 화가 더디게 진행되는 것을 보여준다(Figs. 1 and 2). Kalberer et al. (2007)은 Rhododendron의 내한성이 약한 품종에서 낮 은 탈순화 저항성을 보였다고 보고하였고, 본 연구의 결과와 일치하였다.

    60 kDa의 단백질 축적은 저온순화 동안 증가하고 탈순화 동 안 감소하는 뚜렷한 패턴 변화를 보였다(Fig. 3). 선행연구에 서 western blot 분석을 통해 60 kDa의 단백질이 dehydrin의 한 종류라는 것을 확인하였다(Shin et al., 2015). PpDhn1에 의해 인코딩되는 60 kDa의 dehydrin 단백질 또한 4 품종에서 모두 내한성 변화와 동일한 패턴을 보였지만 품종별 차이는 보이지 않았다(Fig. 3). 많은 목본식물에서 저온순화와 탈순화 동안 단백질 함량의 양적, 질적 변화에 대한 연구가 진행되었 으며(Bixby & Brown, 1975; Durham et al., 1991; Nakagawara & Sagisaka, 1984), Arora et al. (1992)과 Arora & Wisniewski (1994)는 Prunus persica의 수피에서 내한성이 증가할 수록 60 kDa의 dehydrin 단백질 함량 또한 증가한다고 보고하 였다. 60 kDa의 dehydrin 단백질을 인코딩하는 PpDhn1 유전 자 또한 모든 품종에서 내한성 변화와 유사한 패턴을 보였다 (Fig. 4). PpDhn1 유전자 발현은 저온과 ABA에 의해 발현이 유도되고(Artlip & Wisniewski, 1997), dehydrin 단백질 함량 변화와 비슷한 양상을 보였으며, 다른 많은 식물(Pagter et al., 2008; Wetzel et al., 1989)과 Prunus종에서도 보고되었다 (Arora et al., 1992; Bassett et al., 2009; Wisniewski et al., 2006). 이러한 결과는 4 품종의 시기별 내한성 변화와 60 kDa 의 dehydrin 단백질이 밀접한 관련이 있다는 것을 알 수 있고, 뿐만 아니라 저온과 ABA에 의해 유도되는 PpDhn1 유전자 발현양상 또한 관련이 있다는 것을 나타낸다. Wisniewski et al. (2006)에 의하면 PpDhn1에 의해 인코딩되는 단백질은 Y2K9 arrangement를 가지고 있는 반면, PpDhn2에 의해 인코 딩되는 단백질은 Y2SK3 arrangement를 가지고 있다고 보고했 다. Dehydrin 단백질의 구조적 차이는 환경 신호에 반응하여 유전자 발현뿐만 아니라 생화학적 특성의 변화를 포함하는 것 으로 보고하였다(Close, 1996, 1997; Omar et al., 2013; Wise & Tunnacliffe, 2004). Arabidopsis의 Xero3에 있는 Kn-type은 저온에 의해 유도되는 경향이 강한 반면, Arabidopsis의 Xero1과 PpDhn2유전자에 있는 YnSK2-type은 탈수 에 의해 유도되는 경향이 강하게 나타난다(Wisniewski et al., 2006). 하지만 본 연구에서 네 품종의 PpDhn2 유전자는 뚜렷 한 시기별 패턴을 나타내지 않았다(Fig. 4). 이는 실험기간 동 안의 일평균 대기온도가 동해피해를 유발할 만큼의 저온이 아 니었기 때문에 탈수가 일어나지 않아 PpDhn2 유전자의 시기 별 패턴이 나타나지 않은 것으로 생각된다.

    Bassett et al. (2009)은 복숭아 수피의 PpDhn3 유전자 발 현은 모든 품종에서 저온에 반응하는 PpDhn1 유전자와 비슷 한 양상을 보였으며, PpDhn3 유전자 또한 저온에 의해 유도 된다고 알려져 있다(Bassett et al., 2006). 본 연구에서도 PpDhn3 유전자 발현은 일평균 대기온도가 가장 낮았던 2012 년 12월과 2013년 1월에 가장 높게 나타났다. 그러나 PpDhn3 유전자에 해당하는 dehydrin 단백질의 정확한 분자량 은 아직 밝혀지지 않았다(Bassett et al., 2009).

    본 연구를 통해 국내에서 재배되고 있는 복숭아 품종 4 품 종의 내한성은 모두 저온순화보다 탈순화 기간 동안에 더 확 실한 차이를 보였으며, 내한성이 상대적으로 약하다고 알려진 복숭아 품종 ‘오도로끼’, ‘가납암백도’ 가 실험 결과 높은 전 해질 누출값을 나타내면서 조기 탈순화하는 것을 확인하였다. 60 kDa의 dehydrin 단백질 함량과 PpDhn1 유전자의 발현 패 턴은 모든 품종에서 내한성의 변화와 일치하여 시기별 차이를 보였지만 품종간 차이는 확인할 수 없었다.

    적 요

    복숭아 네 품종 ‘오도로끼’, ‘가납암백도’, ‘진미’, ‘장호원황 도’ 신초의 저온순화 및 탈순화 동안 시기별 내한성 변화는 전해질 누출률을 분석하여 나타냈다. 또한 내한성 결정 요인 을 분석하고자 SDS-PAGE를 이용하여 dehydrin 함량 변화를 확인하였으며, 그와 관련된 유전자 발현 분석은 quantitative real-time RT-PCR을 이용하여 수행하였다. 네 품종의 내한성 은 2012년 12월까지 꾸준히 증가하였으며 그 후 2013년 4월 까지 감소하였다. PpDhn1 유전자가 인코딩하는 60kDa의 dehydrin 단백질은 탈순화기(2013년 3-4월)에 비하여 저온순화 기(2012년11월-2013년 1월) 동안 높은 축적이 확인되었다. PpDhn1 유전자와 PpDhn3 유전자 발현양상은 복숭아 네 품 종에서 내한성 변화와 평행하게 나타난 반면, PpDhn2 유전자 는 뚜렷한 시기별 패턴을 나타내지 않았다.

    ACKNOWLEDGMENTS

    이 논문은 2014년도 충북대학교 학술연구지원사업의 연구 비 지원에 의하여 연구되었음.

    Figure

    KSIA-27-667_F1.gif

    Maximum and minimum daily air temperatures at the experimental site, Cheongdo (latitude 35°38’50.3”N, longitude 128°39’03.3”E) from November 2012 to April 2013.

    KSIA-27-667_F2.gif

    Changes in relative electrolyte leakage (%) of shoots in four peach cultivars. Data are presented as means ± SE (n=3). A, ‘Odoroki’; B, ‘Kanoiwa Hakuto’; C, ‘Jinmi’; D, ‘Janghowon Hwangdo’.

    KSIA-27-667_F3.gif

    Monthly SDS-PAGE protein profiles of shoots of ‘Odoroki’ (A), ‘Kanoiwa Hakuto’ (B), ‘Jinmi’ (C), and ‘Janghowon Hwangdo’ (D) peach trees from November 2012 to April 2013. Ten μL of the resuspended samples were loaded in each lane. Molecular mass markers and their molecular masses are shown on the left side. Arrows indicate the position of 60 kDa polypeptides.

    KSIA-27-667_F4.gif

    Changes of relative expression PpDhn1, PpDhn2 and PpDhn3 in shoots of ‘Odoroki’ (A), ‘Kanoiwa Hakuto’ (B), ‘Jinmi’ (C), and ‘Janghowon Hwangdo’ (D) peach trees from November 2012 to April 2013. Data are presented as means ± SE (n = 3). Different letters of each cultivar indicate significant differences among the sampling dates (P ≤ 0.05).

    Table

    Dehydrin primer sequences, annealing temperatures (Tm), expected size of the amplified fragment, and GeneBank accession No. used for quantitative real-time RT-PCR analysis.

    Reference

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